Mis on bakterioloogiline labor? Mikrobioloogia mikrobioloogilise uurimistehnoloogiaga - bakterioloogiline labor, selle struktuur ja eesmärk

töö tegemine III-IV patogeensusrühma mikroorganismidega

Tabel 1

1	2	3
1.		vähemalt 12
2.	Külvamine
3.	Ruum sooleinfektsioonide uurimiseks	6 vastu 1 töökoht, kuid mitte vähem kui 12
4.	Fagotüüpimise tuba	vähemalt 12
5.	Sanitaarbakterioloogia uuringute läbiviimise ruumid:
1)	arstide jaoks	6 töökoha kohta, kuid mitte vähem kui 12
2)	laboritehnikute jaoks	6 töökoha kohta, kuid mitte vähem kui 12
3)	kast koos eelkastiga	vähemalt 12
6.	Ruum piisknakkuse testimiseks:
1)	arstide jaoks	6 töökoha kohta, kuid mitte vähem kui 12
2)	laboritehnikute jaoks	6 töökoha kohta, kuid mitte vähem kui 12
3)	kast koos eelkastiga	vähemalt 12
4)	ruumi jaoks seroloogilised uuringud	vähemalt 14
5)	kast eelkarbiga steriilsuse testimiseks	vähemalt 12
6)	pesemine	vähemalt 18
7)	ettevalmistav	6 1 töökoha kohta, kuid mitte vähem kui 10
8)	steriliseerimine	vähemalt 15 2 steriliseerimiskapi kohta, iga lisakapi kohta vähemalt 5
7.	Termoruumid:
1)	kohta uurimiseks sooleinfektsioonid	vähemalt 6
2)	sanitaarbakterioloogia uuringute jaoks	vähemalt 6
3)	Koos temperatuuri tingimused pluss 43 0 C	vähemalt 6
8.	jahutuskamber	vähemalt 6
9.	Autoklaav kasutatud nakkusohtliku materjali desinfitseerimiseks ning söötmete ja riistade steriliseerimiseks	vähemalt 10 1 autoklaavi kohta, Iga täiendava kohta vähemalt 5
10.	Ettevalmistusruumid toitainekeskkond:
1)	keskmine keetmine	vähemalt 12
2)	kast eelkastiga kandja täitmiseks	vähemalt 10
11.	Laoruumid:
1)	steriilsed laboriklaasid	vähemalt 12
2)	mittesteriilsed laboriklaasid	vähemalt 12
12.	Personali sanitaarkaart:
1)	riidekapp ülerõivaste jaoks	0,4 kapi kohta, kuid mitte vähem kui 6
2)	dušš 1 ekraaniga	vähemalt 1
3)		0,4 kapi kohta, kuid mitte vähem kui 6
4)	wc 1 wc kohta	mitte vähem kui 0,85
13.	Töötajate ruum	vähemalt 8
14.	Testitulemuste registreerimine ja väljastamine	vähemalt 6
1)	proovivõturuum	vähemalt 6
15.	WC 1 wc kohta	mitte vähem kui 0,85
16.	Õpperuum	4 1 koha kohta, kuid mitte vähem kui 30

Märkus: väikese töömahuga laborites sõltub ruumide komplekt läbiviidud uuringute hulgast. Ühes ruumis on lubatud paigutada: ettevalmistus- ja steriliseerimisruumid (18 m2), sanitaarbakterioloogia boksid ja piisknakkuse kastid (6 m2).

^ Mikroorganismidega töötava bakterioloogilise labori ruumide ja alade komplekt I-II rühmad patogeensus

tabel 2

1	2	3
1.	Puhas ala pakub:
1)	riidekapp ülerõivaste jaoks	0,4 kapi kohta, kuid mitte vähem kui 6
2)	riidekapp eririiete jaoks	0,4 kapi kohta, kuid mitte vähem kui 6
3)	labori juhataja kabinet	vähemalt 12
4)	ruumid administratiivseks tööks	vähemalt 12
2.	Tinglikult puhas tsoon näeb ette:
1)	ruum kastiga toitesöötme ettevalmistamiseks ja väljastamiseks	vähemalt 12
2)	autoklaav 1 autoklaavi jaoks	vähemalt 10 iga kohta Täiendav – vähemalt 5
3)	ettevalmistus-steriliseerimisruum	vähemalt 18
4)	pesemine	vähemalt 18
5)	sahver	vähemalt 12
6)	wc 1 wc kohta	mitte vähem kui 0,85
3.	Nakkuspiirkonnas on ette nähtud järgmine:
1)	5-6 kasti koos eelkastidega	vähemalt 9 Vähemalt 3
2)	ruumi kiirdiagnostika jaoks	vähemalt 12
3)	autoklaav 1 autoklaavi jaoks	vähemalt 10 iga kohta Märkus: tinglikult puhta tsooni ruumid on puhta tsooni ruumidest eraldatud sanitaarkäiguga. ^ Ruumide ja alade komplekt viroloogia labor Tabel 3 1 2 3 1. Labori juhataja kabinet vähemalt 12 2. Hingamisteede viiruste tuvastamise vahendid: 1) kast eelkastiga koekultuuri ja embrüote nakatamiseks vähemalt 12 2) luminestsents vähemalt 10 3. Enteroviiruste tuvastamise võimalused: 1) kast koos eelkastiga koekultuuri infektsiooni jaoks vähemalt 12 2) kast koos eelkastiga võrdlustüvedega töötamiseks vähemalt 12 3) kast koos prekastiga sanitaarviroloogia jaoks vähemalt 12 4. Koekultuuri ettevalmistamise ruum: 1) kast koos eelkastiga vähemalt 12 5. Ruumi jaoks ensüümi immuunanalüüs: 1) kast koos eelkastiga vähemalt 12 6. Ruumid polümeraasi testimiseks ahelreaktsioon: 1) proovi ettevalmistamise ala vähemalt 12 2) reaktsioonisegu valmistamise piirkond vähemalt 10 3) võimendus- ja tuvastamistsoon vähemalt 10 7. Autoklaav 2 autoklaavi jaoks vähemalt 15 8. Pesemine vähemalt 12 9. Ettevalmistus-steriliseerimisruum vähemalt 6 10. Sahver nõude, reaktiivide, materjalide jaoks vähemalt 6 11. Ruum testi tulemuste registreerimiseks, vastuvõtmiseks, sorteerimiseks ja kättetoimetamiseks vähemalt 8 12. Töötajate ruum vähemalt 8 13. Personali sanitaarpass: 1) riidekapp ülerõivaste jaoks 0,4 kapi kohta, kuid mitte vähem kui 6 2) dušš 1 ekraaniga vähemalt 1 3) riidekapp eririiete jaoks 0,4 kapi kohta, kuid mitte vähem kui 6 14. WC 1 wc kohta mitte vähem kui 0,85 Märkus: eraldi bioloogiliste turvakastide paigaldamisel saab koekultuuri nakatamise, sanitaarviroloogia uuringute teostamise ja võrdlustüvedega töötamise teha eelkastiga samas kastis. Tabel 4 Ei. Ruumi nimi Pindala, m2 1 2 3 1. Ruum testitulemuste vastuvõtmiseks, registreerimiseks ja väljastamiseks 6 töökoha kohta, kuid mitte vähem kui 12 2. Helmintoloogiliste uuringute ruum 9 1 töökoha kohta, kuid mitte vähem kui 12 3. Seroloogiliste uuringute tuba vähemalt 12 4. Ruum kiirdiagnostika jaoks vähemalt 12 5. Pesemine vähemalt 9 6. Eririiete riidekapp 0,4 kapi kohta, kuid mitte vähem kui 6 7. Töötajate ruum vähemalt 12 8. Entomoloogiauuringute tuba vähemalt 12 9. Sahver vähemalt 6 10. Riidekapp üleriiete jaoks 0,4 kapi kohta, kuid mitte vähem kui 6 11. WC 1 wc kohta mitte vähem kui 0,85 ^ Sanitaarkeemia labori ruumide ja pindade komplekt ja laborid jääkide määramiseks pestitsiidid ja nitraadid Tabel 5 Ei. Ruumi nimi Pindala, m2 1 2 3 1. Tööhügieeni analüüsisaal vähemalt 18 2. Toiduhügieeni analüüsisaal vähemalt 18 3. Vallahügieeni analüütiline ruum vähemalt 18 4. Analüütiline ruum pestitsiidide ja nitraatide määramiseks vähemalt 18 5. Kromatograafiline vähemalt 6 kromatograafi kohta 6. Aatomi neeldumine vähemalt 10 7. Ruum proovide ettevalmistamiseks ja tuhastamiseks vähemalt 15 8. Kaal vähemalt 4 kuni 1 skaalat, kuid mitte vähem kui 6 9. Pesemis-destilleerimisruum vähemalt 10 10. Labori juhataja kabinet vähemalt 12 11. vähemalt 4 per üks mees 12. Reaktiivide hoiuruumid vähemalt 10 13. Registreerimisruum, proovide vastuvõtt ja tulemuste väljastamine vähemalt 6 14. WC 1 wc kohta mitte vähem kui 0,85 ^ Toksikoloogia labori ruumide ja alade komplekt polümeerid ja muud kemikaalid Tabel 6 1 2 3 1. Juhataja kabinet vähemalt 12 2. Spetsialistide kontorid vähemalt 4 per üks mees 3. Seeme - sissehingamine vähemalt 12 4. Ruum patomorfoloogiliste ja biokeemiliste uuringute jaoks vähemalt 18 5. Funktsionaalsete (toksikoloogiliste) uuringute ruum vähemalt 18 6. Sanitaar- ja keemiauuringute ruum vähemalt 18 7. Materjal (proovi ettevalmistamise ruum) vähemalt 6 8. Pesemine vähemalt 12 9. Kaal vähemalt 4 kuni 1 skaalat, kuid mitte vähem kui 6 ^ Elektromagnetilise labori ruumide ja alade komplekt väljad ja muud füüsikalised tegurid Tabel 7 Ei. Ruumi nimi Pindala, m2 1 2 3 1. Juhataja kabinet vähemalt 12 2. Spetsialistide kontorid vähemalt 4 per üks mees 3. Müra vibratsiooniseadmete panipaik vähemalt 10 4. Ruum elektromagnetväljade mõõtmise seadmete hoidmiseks, ettevalmistamiseks, parandamiseks ja seadistamiseks vähemalt 10 5. 1 ekraaniga dušš vähemalt 1 6. WC 1 wc kohta mitte vähem kui 0,85 7. Riidekapp üleriiete jaoks vähemalt 4 ^ Ruumide ja alade komplekt radioloogia labor Tabel8 1 2 3 1. Juhataja kabinet vähemalt 12 2. Spetsialistide kontorid vähemalt 4 per üks mees 3. Ruum proovide vastuvõtuks ja esmaseks töötlemiseks vähemalt 16 4. Ruum proovide hoidmiseks ja tuhastamiseks vähemalt 18 5. Radiokeemiline (puhas tsoon) 6. Radiokeemiline (määrdunud tsoon) mitte vähem kui 20, kuid mitte vähem kui 10 töökoha kohta 7. Radiomeetriline vähemalt 20 8. Spektromeetriline vähemalt 18 9. Kaasaskantavate seadmete hoiuruum vähemalt 8 10. Ruum riistade, konteinerite, seadmete, voodipesu ja eririietuse puhastamiseks vähemalt 20 11. Riidekapp üleriiete jaoks vähemalt 4 12. 1 ekraaniga dušš vähemalt 1 13. WC 1 wc kohta mitte vähem kui 0,85 _____________________________ 2. lisa laboritesse" Nõuded kaitseülikonna kasutamisele 1. Olenevalt tehtud töö iseloomust kasutatakse järgmist tüüpi kaitseülikondi: 1) tüüp 1 - pidžaamad või kombinesoonid, meditsiinilised sussid, meditsiiniline müts, suur pearätt (kapuuts), katkuvastane kleit, kapuuts positiivne rõhk, puuvillase marli mask (tolmurespiraator, filtreeriv või hapnikku isoleeriv gaasimask), prillid, kummikindad, rätik, sokid, sussid, kummikud; 2) 2 tüüpi - pidžaamad või kombinesoonid, meditsiinilised sussid, meditsiiniline müts, suur pearätt (kapuuts), katkuvastane rüü, vati-marli mask, kummikindad, rätik, sokid, sussid, kummikud; 3) 3 tüüpi - pidžaama, meditsiiniline müts, suur sall, katkuvastane rüü, kummikindad, rätik, sokid, sussid, kalossid; 4) 4 tüüpi - pidžaama, müts (väike pearätt), katkuvastane kleit (kirurgiline), sokid, sussid. 2. Kombinesoonid ja pidžaamad peavad olema paksust kangast (calico või linane), ees pimenööbiga kinni. 3. Katkuvastane kleit on õmmeldud nagu kirurgiline, kuid palju pikem (kuni sääre alumise kolmandikuni) ja selle põrandad peaksid kattuma sügavalt; vöö ja sidemed krae juures peaksid koosnema kahest osast, millest igaüks on õmmeldud varrukate sidumiseks eraldi väljale, õmmeldakse üks pikk pael. 4. Valmistatakse katkuvastane sall mõõtudega 90x90x125 cm. 5. Puuvillase marli mask valmistatakse 125 cm pikkusest ja 50 cm laiusest marlitükist. Marlitükk lõigatakse 50 cm pikkuselt mõlemalt poolt välimistest otstest, seejärel pidev, ühtlane. 25 cm pikkune vatikiht asetatakse marlitüki keskossa pikisuunas , 17 cm laiused marlitüki servad kattuvad. 6. Prille kasutatakse laia liibuva äärega, kumerate läätsede või muu nende tihedust tagava disainiga “lennu” prillide puhul. 7. Enne sisenemist ruumi, kus nad töötavad nakkusohtliku materjaliga, pannakse selga katkuvastane ülikond järgmises järjekorras: pidžaamad (kombinesoonid), sokid, sussid, meditsiiniline müts, kapuuts (suur pearätt), katkuvastane rüü ja saapad. Rüü krae paelad ja hommikumantli vöö seotakse ees vasakult poolt aasaga, misjärel kinnitatakse paelad varrukatele. Respiraator (mask) peaks katma suu ja nina, maski ülemised rihmad seotakse pea taga aasa, alumised võra külge ning tiibade külgedele asetatakse vatitupsud. nina. Prillid peavad hästi istuma ja neid peab kontrollima õhufiltratsiooni suhtes. 8. Ülikonna desinfitseerimiseks on töötlemiseks kaasas eraldi anumad desinfitseerimislahusega: saapad või galošid, ülikonna eemaldamisel kinnastega käed, vati-marli maskid, rüü, pearätt (kapuuts), rätikud, kindad. Klaasid on kastetud 70° piiritusse. 9. Autoklaavides, keetes või desinfitseerimiskambris desinfitseerimisel volditakse ülikond vastavalt kas prügikastidesse või topeltkottidesse. 10. Ülikond eemaldatakse järgmises järjekorras, kastes pärast ülikonna iga osa eemaldamist kinnastega käed desinfitseerimislahusesse: 1) saapad või kalossid pühitakse ülevalt alla desinfitseerimislahuses rohkelt niisutatud tampoonidega ja rätik eemaldatakse; 2) pühkida desinfitseerivasse lahusesse immutatud vatitikuga, eemaldada põll, kui see on ülikonnas, voldides välisküljega sissepoole; 3) eemaldada varrukad ja teine ​​paar kindaid, kui need olid töö käigus vajalikud; 4) võta prillid eest, tõmmates neid kahe käega ette, üles ja taha pea taha; 5) vati-marli mask seotakse lahti ja eemaldatakse välisküljega nägu puudutamata; 6) lahti siduda hommikumantli krae, vöö ja alumise sidemed ülemine serv kindad, lahti varrukate sidemed, eemalda rüü, pöörates välimist osa sissepoole; 7) eemaldage sall, kogudes kõik selle otsad ettevaatlikult pea taga ühes käes; 8) eemaldage kindad (kui on kahtlus, et kinnaste terviklikkus on rikutud, kontrollitakse neid desinfitseerivas lahuses (kuid mitte õhuga); 9) saapad jalast võtta; 10) pärast kaitseülikonna eemaldamist töödeldakse käsi 70° piiritusega, seejärel pestakse hoolikalt seebiga. _________________________ 3. lisa TO Sanitaarreeglid"Sanitaar Epidemioloogilised nõuded laboritesse" ^ Kasahstani Vabariigi tervishoiuministeerium LUBA Välja antud laborisse_______________________________________________________________________ (ettevõtte nimi) Läbi viia ______________________________________________________________________ (töö liigid: diagnostika, eksperimentaalne, tootmine) Mikroorganismidega______________________________ patogeensusrühmadega, sealhulgas (mikroorganismide nimetus) __________________________________________________________________ Põhineb: ____________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ __________________________________________________________________ "____"__________________20____ Kehtib ________________________________________ aastat (aasta) alates väljaandmise kuupäevast esimees Režiimi komisjon _________________________ 4. lisa Sanitaareeskirjadele “Sanitaar- Epidemioloogilised nõuded laboritesse" ^ Mikroorganismide klassifikatsioon I-IV patogeensusrühmad

TUNNI TEEMA: Bakterioloogiline labor ja tööreeglid selles. Mikroorganismide klassifikatsioon. Bakterite morfoloogia. Mikroobide tüübi määramise meetodid. Bakterioskoopiline meetod. Sukeldussüsteemiga mikroskoopiatehnika.

TUNNI ÕPI-EESMÄRK: Tutvuge bakterioloogilise labori ülesehitusega ja tööreeglitega selles. Tutvuge mikroorganismide klassifitseerimise põhimõtetega. Uurige bakterite morfoloogilisi omadusi ja meetodeid mikroobide tüübi määramiseks. Omandage bakterioskoopilist uurimismeetodit ja sukeldumissüsteemiga mikroskoopiatehnikaid.

TUNNI EESMÄRGID:

1. Tutvuge bakterioloogilise labori ülesehitusega ja tööreeglitega selles.

2. Tutvuda mikroorganismide klassifitseerimise põhimõtetega.

3. Uurida bakterite morfoloogilisi omadusi ja meetodeid mikroobide tüübi määramiseks.

4. Omandage sukeldumissüsteemiga mikroskoopia tehnikat.

Bakterioloogilise labori ehitamine

Bakterioloogialabor on mõeldud bakteriaalsete infektsioonide patogeene sisaldavate materjalide uurimiseks, sanitaar- ja mikrobioloogiliste näitajate määramiseks, spetsiifilise immuunsuse seisundi ja tugevuse jälgimiseks jm. mikrobioloogilised uuringud. Bakterioloogiline labor peaks asuma teistest laboritest eraldatud ruumides, kus on vajalik varustus ja mööbel. Laboris peab olema eraldi sissepääs, garderoob ja dušš. Bakterioloogiline labor peaks sisaldama järgmisi ruume:

Ruum materjalide vastuvõtmiseks ja registreerimiseks;

Kastruumid mikrobioloogilisteks uuringuteks;

autoklaav;

Pesemine;

Vivarium.

Mikrobioloogiliste uuringute ruumid on varustatud termostaatide, külmikute, tsentrifuugide, kaalude, veevannide ja elektromagnetseguritega. Vajalik varustus asetatakse laudadele. Tööd nakatunud materjaliga tehakse aastal poks Koos preboxer. Kasti sissepääsu juures peaks olema desinfitseerimislahuses leotatud matt. Kastis sorteeritakse saadud proovid, valmistatakse ja registreeritakse sõrmejälgede määrded ning mikroorganismid nakatatakse toitekeskkonnale. Seetõttu on karbis lauad, millele on paigutatud tööks vajalikud tööriistad: anumad desinfitseerivate lahustega kasutatud klaasnõudele, riiulid katseklaasidele, katseklaasid ja Petri tassid toitainekeskkonnaga, steriilsed pipetid, uhmrid jne. -kasti prügikastidesse, peavad olema steriilsed hommikumantlid, mütsid, maskid, samuti peaksid poksieelses alal olema eemaldatavad jalanõud. Eelkarp mahutab termostaadid, külmikud, tsentrifuugid ja muud seadmed. Boksides ja boksieelsetes kohtades tehakse iga päev 30-40 minutit enne tööle asumist ja pärast tööd märgpuhastus, desinfitseerimine ja kiiritamine bakteritsiidsete lampidega.

IN autoklaav vaja on kahte autoklaavi: üks autoklaav puhaste materjalide jaoks (nõude, söötme, instrumentide steriliseerimiseks); teine ​​autoklaav nakatunud materjalide jaoks (nakatunud instrumentide ja materjalide neutraliseerimiseks).

Pesemine mõeldud nõude pesemiseks. Nakatunud materjaliga saastunud nõusid, pipette ja instrumente pestakse alles pärast steriliseerimist. Selles on kuivatuskapid.

Vivarium nimetatakse ruumiks, mida kasutatakse laboriloomade pidamiseks. Vivaariumis peavad olema karantiiniosakond, ruumid katse- ja tervetele loomadele, ruumid puuride pesemiseks ja desinfitseerimiseks, varustus ja kaitseriietus, köök toidu valmistamiseks, sahver, söödaruum, põletusahi. Kõik vivaariumi ruumid peavad olema üksteisest isoleeritud.

Sissejuhatus

Nagu iga muu teaduse üldosa, tegeleb ka üldbakterioloogia mittespetsiifiliste küsimustega (näiteks identifitseerimine üksikud liigid bakterid), kuid probleemid üldiselt; selle metoodika hõlmab põhilisi protseduure, mis leiavad lai rakendus laias valikus laboriuuringud. See õppevahend ei ole suunatud ühegi mikroorganismirühma tuvastamisele. See on järgmiste väljaannete ülesanne - era- ja sanitaarmikrobioloogia kohta. Siiski võivad siin esitatud meetodid olla kasulikud igas valdkonnas, kus bakterid on seotud, ja neid saab rakendada praktiliste probleemide lahendamiseks, mis hõlmavad bakterite isoleerimist ja tüpiseerimist.

Bakterioloogia muutus teaduseks alles pärast väljatöötamist ainulaadsed meetodid, mille kaudu see jätkab mõjutamist ja tungimist hiljem esilekerkivatesse teadusvaldkondadesse, nagu viroloogia, immunoloogia ja molekulaarbioloogia. R. Kochi välja töötatud puhaskultuuride kasutamise tehnika ning L. Pasteuri poolt esmakordselt kasutatud immunoloogilised reaktsioonid ja keemiline analüüs ei ole kaotanud oma tähtsust.

Üldbakterioloogia metoodikat kajastatakse selles väljaandes, kasutades standardile tüüpilist struktuuri õppevahendid selles distsipliinis. Erinevalt ülikoolide mikrobioloogia kursuse laboratoorsetest töötubadest on seda mõnes jaotises siiski üksikasjalikumalt kirjeldatud ja see on ainult viitamiseks. See struktuur võtab arvesse bakterioloogide ja veterinaarekspertide spetsiifilist väljaõpet ja spetsialiseerumist. Sageli esitatakse materjal meelevaldselt, seetõttu mainitakse mõnda meetodit mitu korda, kuna soovitakse näidata nende omavahelist seost.

Bakterioloogiline labor

Bakterioloogilised laborid nagu struktuuriüksused on korraldatud piirkondlike, rajoonide, rajoonidevaheliste veterinaarlaborite osana, samuti tsooniliste veterinaarlaborite struktuuris. Neid korraldatakse ka sanitaar- ja epidemioloogilise järelevalve keskustes, nakkushaiglates, üldhaiglates, mõnes spetsialiseeritud haiglas (näiteks tuberkuloosi, reuma, dermatoveneroloogia) ja polikliinikutes. Bakterioloogilised laborid on osa spetsialiseerunud uurimisasutustest. Bakterioloogilisi laboreid kasutatakse pidevalt VSE järgi liha toiduks sobivuse kinnitamiseks või hindamiseks.

Bakterioloogiliste laborite uurimisobjektid on:

1. Eritumine organismist: uriin, väljaheited, röga, mäda, samuti veri, patoloogiline ja surnukeha materjal.

2. Objektid väliskeskkond: vesi, õhk, pinnas, väljauhtumised seadmetest, sööt, põllumajandusloomade tapmisel saadud tehnoloogiline tooraine.

3. Toidukaubad, liha ja lihatoodete proovid, piim ja piimatooted, mille sobivust toiduks kasutamiseks on vaja hinnata.

Bakterioloogilise labori ruumid ja töökoha seadmed

Mikrobioloogilise töö spetsiifika eeldab, et laborile eraldatud ruum oleks isoleeritud eluruumidest, toiduüksustest ja muudest põhitegevusega mitteseotud tootmispindadest.

Bakterioloogialabori koosseisu kuuluvad: bakterioloogiliste uuringute laboriruumid ja abiruumid; autoklaav või steriliseerimine jäätmematerjali ja saastunud riistade desinfitseerimiseks; nõude pesemiseks varustatud pesuruum; bakterioloogiline köök – toitekeskkonna ettevalmistamiseks, villimiseks, steriliseerimiseks ja säilitamiseks; vivaarium katseloomade pidamiseks; materjal varureaktiivide, nõude, seadmete ja kodumasinate hoidmiseks.

Loetletud olmeruumid on iseseisvate struktuuriüksustena osa suurtest bakterioloogilistest laboritest. Väikestes laborites on bakterioloogiline köök ja steriliseerimisköök ühendatud ühte ruumi; Katseloomade pidamiseks pole spetsiaalset ruumi.

Mikrobioloogiliste laborite ruumid jagunevad vastavalt personali ohuastmele 2 tsooni:

I. Nakkuslik tsoon - ruum või laboriruumide rühm, kus manipuleeritakse patogeensete bioloogiliste mõjuritega ja kus töötajad on riietatud vastavasse kaitseriietesse.

II. "Puhas" tsoon - ruumid, kus tööd ei tehta bioloogiline materjal, personal on riietatud isiklikesse riietesse.

Laboriruumide all, kus kõike toodetakse bakterioloogiline uuring, eraldage kõige valgusküllasemad ja avaramad ruumid. Nendes ruumides on seinad kuni 170 cm kõrguseni põrandast värvitud heledates toonides õlivärviga või kaetud plaatidega. Põrand on kaetud reliini või linoleumiga. Seda tüüpi viimistlus võimaldab ruumi puhastamisel kasutada desinfitseerivaid lahuseid.

Igas toas peaks olema kraanikauss voolava veega ja riiul desinfitseerimislahuse pudeli jaoks.

Üks tubadest on varustatud klaaskastiga - isoleeritud ruum eeskojaga (eelboks) tööde teostamiseks aseptilistes tingimustes. Kasti asetatakse külvilaud ja taburet ning töökoha kohale on paigaldatud bakteritsiidsed lambid. Eeskambrisse on paigutatud kapp steriilse materjali hoidmiseks. Nakkustsoonis olevate ruumide aknad ja uksed peavad olema pitseeritud. "Nakkusohtlikust" tsoonist tulev väljatõmbeventilatsioon peab olema isoleeritud teistest ventilatsioonisüsteemidest ja varustatud filtritega peen puhastusõhku.

Laboriruum on varustatud laboritüüpi laudade, kappide ja riiulitega tööks vajalike seadmete, riistade, värvide ja reaktiivide hoidmiseks.

Väga suur tähtsus on töö jaoks korralik korraldus bakterioloogi ja laborandi töökoht. Laborilauad on paigaldatud akende lähedusse. Nende paigutamisel tuleks jälgida, et valgus langeks töötava inimese ette või küljelt, eelistatavalt vasakule küljele, kuid mitte mingil juhul tagant. Analüüsiruumides, eriti mikroskoopias, on soovitatav, et aknad oleksid põhja- või loodesuunalised, kuna töö nõuab ühtlast hajutatud valgust. Töölaudade pinna valgustus peaks olema 500 luksi. Desinfitseerimise hõlbustamiseks on laborilaudade pind kaetud plastikuga või polsterdatud rauaga. Igale laboritöötajale on määratud eraldi töökoht mõõtmetega 150 x 60 cm.

Kõik töökohad on varustatud igapäevaseks bakterioloogiliseks tööks vajalike esemetega, mille loetelu on toodud tabelis 1.

Tabel 1.

Bakterioloogiliseks tööks vajalikud esemed

Asja nimi	Ligikaudne kogus
1. Värvide ja reaktiivide komplekt värvimiseks
2. Slaidid	25-50
3. Katteklaasid	25-50
4. Aukudega prillid	5-10
5. Katseklaasi raam
6. Bakteri silmus
7. Klaasist spaatlid
8. Metallist spaatlid
9. Purk vatti
10. Pipetid gradueeritud 1, 2, 5, 10 ml-ni	25 igast köitest
11. Pasteur pipetid	25-50
12. Pintsetid, käärid, skalpell	1 poolt
13. Konteinerid desinfitseerivate lahustega
14. Mikroskoop illuminaatoriga
15. Suurendusklaas 5´
16. Sukeldusõliga õlitaja
17. Filterpaber	3-5 lehte
18. Purk pipettide desinfitseerimislahusega
19. Alkoholi- või gaasipõleti
20. Värvimispreparaatide paigaldus
21. Liivakell 1 või 2 minutit	1 poolt
22. Kummist toruga pirn
23. Pliiats klaasil
24. Purk alkoholivati
25. Vajalikud steriilsed nõud	-

Desinfitseerimine

Desinfitseerimine on mikroorganismide hävitamine keskkonnaobjektides.

Mikrobioloogilistes laborites kasutatakse desinfitseerimismeetmeid väga laialdaselt. Nakkusohtliku materjaliga töö lõpetamisel viivad bakterioloogialabori töötajad läbi käte ja töökoha ennetava desinfitseerimise.

Kulutatud patoloogiline materjal (väljaheited, uriin, röga, erinevat tüüpi vedelikud, veri) desinfitseeritakse enne kanalisatsiooni viskamist.

Patoloogilise materjali või mikroobikultuuriga saastunud Graduated ja Pasteur pipetid, klaaslabidad ja metallinstrumendid lastakse kohe pärast nende kasutamist igal töökohal laual asuvatesse desinfitseerimislahusega klaaspurkidesse.

Töös kasutatavad liugused ja katteklaasid kuuluvad samuti kohustuslikule desinfitseerimisele, kuna isegi fikseeritud ja plekiline määrdumine jätab mõnikord elujõulised mikroorganismid, mis võivad olla laborisisese saasteallikaks. Ainult neid nõusid, milles mikroorganisme kasvatati, ei töödelda desinfektsioonivahenditega. See asetatakse metallmahutitesse või -kastidesse, suletakse ja esitatakse autoklaavimiseks.

Desinfitseerimisvahendi valik, selle lahuse kontsentratsioon, desinfektsioonivahendi koguse ja desinfitseeritava materjali suhe ning desinfitseerimisperioodi kestus määratakse sõltuvalt konkreetsetest tingimustest, võttes arvesse eelkõige stabiilsust. desinfitseeritud mikroobidest, eeldatava saastumise astmest, nende paiknemise materjali koostisest ja konsistentsist.

Käte desinfitseerimine pärast nakkusohtliku materjaliga töötamist ja kokkupuutel nahaga. Nakkusliku materjaliga töö lõpetamisel desinfitseeritakse käed profülaktiliselt. Niisutage vatitups või marli 1% kloramiini lahusega, pühkige kõigepealt vasakut kätt, seejärel paremat kätt järgmises järjestuses: käeselg, peopesa pind, sõrmedevahelised ruumid, küünte voodid. Seega töödeldakse esmalt kõige vähem saastunud piirkondi, seejärel liigutakse edasi kõige tugevamalt saastunud nahapiirkondadesse. Pühkige käsi 2 minutit järjest kahe tampooniga. Kui käed on saastunud patogeense mikroobi või patoloogilise materjali kultuuriga, desinfitseeritakse esmalt saastunud nahapiirkonnad. Selleks kaetakse need 3-5 minutiks 1% klooramiini lahuses niisutatud vatiga, seejärel valatakse vatt jäätmematerjaliga mahutisse või ämbrisse ja käsi töödeldakse samas kohas teise tampooniga. nii nagu ennetava desinfitseerimise ajal. Pärast klooramiiniga töötlemist peske käed soe vesi seebiga. Spoore moodustavate bakteritega töötamisel tehakse käte töötlemine 1% aktiveeritud klooramiiniga. Kui nakkusohtlik materjal puutub kokku kätega, pikendatakse desinfitseerimisvahendiga kokkupuudet 5 minutini.

Steriliseerimine

Steriliseerimine, erinevalt desinfitseerimisest, hõlmab kõigi vegetatiivsete ja eoseid kandvate, patogeensete ja mittepatogeensete mikroorganismide hävitamist steriliseeritavas objektis. Steriliseerimine toimub mitmel viisil: aur, kuiv kuum õhk, keetmine, filtreerimine jne. Ühe või teise steriliseerimismeetodi valiku määrab steriliseeritava objekti mikrofloora kvaliteet ja omadused.

Laboriseadmete ettevalmistamine ja steriliseerimine

Enne steriliseerimist laboriklaasid pestakse ja kuivatatakse. Katseklaasid, viaalid, pudelid, madratsid ja kolvid suletakse puuvillase marli korgiga. Asetage paberkorgid iga anuma (välja arvatud katseklaaside) korkide peale.

Kummist, korgist ja klaasist korgid steriliseeritakse eraldi kotis, mis on nõude kaela külge seotud. Petri tassid steriliseeritakse paberisse pakituna, igaüks 1-10 tükki. Pasteur pipetid 3-15 tk. pakkepaberisse pakitud. IN ülemine osa Iga pipett sisestatakse vatitükiga, et vältida materjali sattumist keskkond. Pipettide mähkimisel tuleb olla väga ettevaatlik, et kapillaaride tihendatud otsad ei puruneks. Töötamise ajal eemaldatakse pipetid kotist ülemisest otsast.

Ohutuspuuvill sisestatakse gradueeritud pipettide ülemisse ossa, nagu Pasteur pipettides, ja seejärel pakitakse paksu paberisse, lõigatakse eelnevalt 2–2,5 cm laiusteks ja 50–70 cm pikkusteks ribadeks vasak ots volditakse kokku ja mähitakse pipeti otsa, seejärel mähkige pipetti pöörates sellele pabeririba. Paberi lahtivoltimise vältimiseks keeratakse vastasots kokku või liimitakse. Paberile kirjutatakse pakitud pipeti maht. Pliiatsikarpide olemasolul steriliseeritakse nendes gradueeritud pipetid.

Laboratoorsed klaasnõud steriliseeritakse:

a) kuivkuumus temperatuuril 180°C ja 160°C vastavalt 1 tund ja 150 minutit.

b) autoklaavis rõhul 1,5 atm. 60 minutit, spooride mikrofloora hävitamiseks - 90 minutit 2 atm juures.

Süstlate steriliseerimine. Süstlad steriliseeritakse lahtivõetud kujul: eraldi silinder ja kolb 2% naatriumvesinikkarbonaadi lahuses 30 minutit. Spoore kandva mikroflooraga töötamisel toimub steriliseerimine autoklaavis temperatuuril 132±2°C (2 atm) 20 minutit, temperatuuril 126±2°C (1,5 atm.) - 30 minutit. Steriliseeritud süstal pannakse pärast jahtumist kokku, silindrisse sisestatakse kolb, nõel asetatakse peale, eemaldades sellest esmalt südamiku. Nõel, silinder ja kolb võetakse pintsettidega, mis steriliseeritakse koos süstlaga.

Metallinstrumentide steriliseerimine. Metallist instrumendid (käärid, skalpellid, pintsetid jne) steriliseeritakse 2% naatriumvesinikkarbonaadi lahuses, mis hoiab ära rooste ja teravuse kadumise. Skalpellide ja kääride terad on soovitatav enne lahusesse kastmist vatiga mähkida.

Bakteriaalsete silmuste steriliseerimine. Plaatina- või nikroomtraadist valmistatud bakteriaasad steriliseeritakse alkoholi- või gaasipõleti leegis. Seda steriliseerimismeetodit nimetatakse kaltsineerimiseks või flambeerimiseks.

Silmus asetatakse horisontaalasendisse põleti leegi alumisse, külmemasse kohta, et vältida põlenud patogeense materjali pritsimist. Pärast selle läbipõlemist kantakse silmus üle vertikaalne asend, esmalt alumine, siis ülemine traadi osa kuumaks kuumaks ja silmusehoidja põletatakse läbi. Kaltsineerimine võtab tavaliselt 5-7 sekundit.

Ettevalmistus paberi, marli ja vati steriliseerimiseks ja steriliseerimiseks. Vatt, marli, filterpaber steriliseeritakse kuivkuumusahjus temperatuuril 160°C tunni jooksul alates hetkest, kui termomeeter seda temperatuuri loeb, või autoklaavis rõhul 1 atm. 30 minuti jooksul.

Enne steriliseerimist lõigatakse paber ja marli tükkideks ning vatist rullitakse vajaliku suurusega pallid või tampoonid. Pärast seda pakitakse igat tüüpi materjal eraldi, üks või mitu tükki paksu paberisse. Kui pakend puruneb, tuleb steriliseeritud materjal uuesti steriliseerida, kuna selle steriilsus on kahjustatud.

Kinnaste ja muude kummitoodete steriliseerimine. Mikroobide vegetatiivse vormiga saastunud kummitooted (kindad, torud jne) steriliseeritakse 30 minuti jooksul 2% naatriumvesinikkarbonaadi lahuses või jooksva auruga keetmise teel; kui see on saastunud eoseid kandva mikroflooraga, siis autoklaavis rõhul 1,5-2 atm. 30 või 20 minutiks. Enne steriliseerimist piserdatakse kummikindad seest ja väljast talkiga, et need ei kleepuks. Kinnaste vahele asetatakse marli. Iga kindapaar mähitakse eraldi marli ja asetatakse sellisel kujul anumatesse.

Patogeensete mikroobide kultuuride steriliseerimine. Edasiseks tööks mittevajalikud mikroobikultuure sisaldavad katseklaasid ja tassid asetatakse metallmahutisse, kaas suletakse ja steriliseeritakse. Patogeensete mikroobide, vegetatiivsete vormide kultuurid tapetakse autoklaavis 30 minuti jooksul rõhul 1 atm. Paakide steriliseerimiseks autoklaavi toimetamine toimub spetsiaalselt selleks määratud isiku poolt allkirja vastu. Steriliseerimisrežiim registreeritakse spetsiaalses ajakirjas. I ja II patogeensusrühma mikroobide kultuuride, samuti nendesse rühmadesse määratud patogeenidega saastunud või saastumiskahtlusega materjali hävitamisel kantakse jäätmemahutid kõrgete külgedega metallalustele saatja, kellel on selleks volitused. töötada nakkusohtliku materjaliga.

Steriliseerimise tüübid

Steriliseerimine keetmisega. Steriliseerimine keetmisega toimub sterilisaatoris. Destilleeritud vesi valatakse sterilisaatorisse, kuna kraanivesi moodustab katlakivi. (Klaasesemed kastetakse külma vette, metallesemed naatriumvesinikkarbonaadi lisandiga kuuma vette). Steriliseeritavaid esemeid keedetakse madalal kuumusel 30-60 minutit. Steriliseerimise alguseks loetakse hetke, mil vesi sterilisaatoris keema läheb. Keemise lõpus võetakse instrumendid steriilsete pintsettidega, mis keedetakse koos muude esemetega.

Kuivsteriliseerimine kuumusel. Kuivsteriliseerimine toimub Pasteuri ahjus. Steriliseerimiseks ettevalmistatud materjal asetatakse riiulitele nii, et see ei puutuks kokku seintega. Kapp suletakse ja seejärel lülitatakse küte sisse. Steriliseerimise kestus temperatuuril 150°C on 2 tundi, 165°C juures – 1 tund, 180°C – 40 minutit, 200°C juures – 10-15 minutit (170°C juures paberi- ja vatipööre kollane ja kõrgematel temperatuuridel söestunud). Steriliseerimise alguseks loetakse hetke, mil temperatuur ahjus saavutab soovitud kõrguse. Steriliseerimisperioodi lõpus lülitatakse ahi välja, kuid kapi uksi ei avata enne, kui see on täielikult jahtunud, kuna kappi sisenev külm õhk võib põhjustada kuumadele roogadele pragude tekkimist.

Auruga steriliseerimine rõhu all. Surve all steriliseerimine auruga viiakse läbi autoklaavis. Autoklaav koosneb kahest teineteisesse sisestatud boilerist, korpusest ja kaanest. Välist boilerit nimetatakse vesi-aurukambriks, sisemist boilerit steriliseerimiskambriks. Aur tekib vesi-aurukatlas. Steriliseeritav materjal asetatakse sisemisse pada. Steriliseerimiskatla ülaosas on väikesed augud, millest läbib vesi-aurukambrist tulev aur. Autoklaavi kaas keeratakse hermeetiliselt korpuse külge. Lisaks loetletud põhiosadele on autoklaavil hulk osi, mis reguleerivad selle tööd: manomeeter, veemõõtja klaas, kaitseklapp, väljalaske-, õhu- ja kondensatsiooniventiilid. Manomeetrit kasutatakse steriliseerimiskambris tekkiva rõhu määramiseks. Tavaline Atmosfääri rõhk(760 mm Hg) võetakse nulliks, seetõttu on tühikäigul töötavas autoklaavis manomeetri nõel nullis. Manomeetri näitude ja temperatuuri vahel on teatav seos (tabel 2).

Tabel 2.

Manomeetri näitude seos vee keemistemperatuuriga

Manomeetri skaalal olev punane joon määrab autoklaavis lubatud maksimaalse töörõhu. Kaitseventiil kaitseb liigse rõhu suurenemise eest. See on seatud etteantud rõhule, st rõhule, mille juures tuleb steriliseerida, kui manomeetri nõel ületab joone, avaneb autoklaavi klapp automaatselt ja vabastab liigse auru, aeglustades seeläbi rõhu edasist tõusu.

Autoklaavi külgseinal on veemõõturi klaas, mis näitab veetaset veeaurukatlas. Veearvesti klaastorul on kaks horisontaalset joont - alumine ja ülemine, mis näitavad vastavalt lubatud alumist ja ülemist veetaset vee-aurukambris. Õhuklapp on ette nähtud õhu eemaldamiseks steriliseerimis- ja vee-aurukambritest steriliseerimise alguses, kuna õhk, olles halb soojusjuht, rikub steriliseerimisrežiimi. Autoklaavi põhjas on kondensatsioonikraan, et vabastada steriliseerimiskamber steriliseeritud materjali kuumutamisperioodil tekkinud kondensaadist.

Autoklaaviga töötamise reeglid. Enne töö alustamist kontrollige autoklaavi ja juhtimisseadmeid. Automaatse auru juhtimisega autoklaavides on veeauru kambri elektrilise vaakummanomeetri nooled seatud vastavalt steriliseerimisrežiimile: alumine nool on seatud 0,1 atm. alumine, ülemine - 0,1 atm võrra. töörõhust kõrgemal täidetakse vee-auru kamber veega kuni mõõteklaasi ülemise märgini. Veega täitmise ajal hoitakse toru klapp, mille kaudu aur kambrisse siseneb, avatud, et võimaldada õhu vaba väljumist katlast. Autoklaavi steriliseerimiskamber on täidetud steriliseeritava materjaliga. Pärast seda suletakse autoklaavi kaas (või uks), mis on tihedalt kinnitatud keskluku või poltidega; moonutuste vältimiseks keerake poldid risti (piki läbimõõtu). Seejärel lülitage kütteallikas sisse ( elektrit, aur), sulgedes auruallikat steriliseerimiskambriga ühendava toru ventiili. Auru moodustumise ja vee-aurukambris rõhu loomisega viiakse läbi puhastamine (õhu eemaldamine steriliseerimiskatlast). Õhu eemaldamise meetodi määrab autoklaavi konstruktsioon. Alguses väljub õhk eraldi portsjonitena, seejärel ilmub sujuv pidev auruvoog, mis näitab, et õhk on steriliseerimiskambrist täielikult välja tõrjutud. Pärast õhu eemaldamist kraan suletakse ja steriliseerimiskambris algab järkjärguline rõhu tõus.

Steriliseerimise alguseks loetakse hetke, mil manomeetri nõel näitab seatud rõhku. Pärast seda vähendatakse kuumutamise intensiivsust nii, et rõhk autoklaavis püsib vajaliku aja jooksul samal tasemel. Steriliseerimisaja lõppedes kuumutamine peatatakse. Sulgege steriliseerimiskambrisse auru tarnivas torujuhtmes asuv ventiil ja avage kondensatsioonitoru ventiil, et vähendada aururõhku kambris. Pärast seda, kui manomeetri nõel langeb nullini, vabastage aeglaselt kinnitusseadmed ja avage autoklaavi kaas.

Steriliseerimise temperatuuri ja kestuse määravad steriliseeritava materjali kvaliteet ja mikroorganismide omadused, millega see on nakatunud.

Temperatuuri kontroll steriliseerimiskambris toimub perioodiliselt bakterioloogiliste testide abil. Bioteste toodavad tundlike teaduste keskuse bakterioloogilised laborid. Kui neid teste ei läbita, kontrollitakse autoklaavi tehnilist seisukorda.

Steriliseerimine voolava auruga. Voolava auruga steriliseerimine toimub Kochi voolava auruaparaadis või autoklaavis lahti keeratud kaanega ja avatud väljalaskeklapiga. Kochi aparaat on kahekordse põhjaga metallist õõnes silinder. Ülemise ja alumise põhjaplaadi vaheline ruum täidetakse 2/3 ulatuses veega (seal on kraan, et pärast steriliseerimist järelejäänud vesi tühjendada). Seadme kaanel on keskel auk termomeetri jaoks ja mitu väikest auku auru väljapääsuks. Steriliseeritav materjal laaditakse lõdvalt seadme kambrisse, et tagada maksimaalne kontakt auruga. Steriliseerimise alguseks loetakse aega hetkest, mil vesi keeb ja aur steriliseerimiskambrisse siseneb. Vedelauru aparaadis steriliseeritakse peamiselt toitainekeskkonda, mille omadused muutuvad temperatuuril üle 100°C. Voolava auruga steriliseerimist tuleks korrata, kuna ühekordne kuumutamine temperatuuril 100°C ei taga täielikku desinfitseerimist. Seda meetodit nimetatakse fraktsioneerivaks steriliseerimiseks: steriliseeritud materjali töödeldakse 3 päeva jooksul iga päev 30 minutit voolava auruga. Steriliseerimise vaheaegadel hoitakse materjali toatemperatuuril, et eosed idaneksid vegetatiivseteks vormideks, mis järgneva kuumutamise käigus surevad.

Tündaliseerimine. Tyndaliseerimine on osaline steriliseerimine temperatuuridel alla 100 °C, mille on välja pakkunud Tyndall. Steriliseeritavat materjali kuumutatakse termostaadiga varustatud veevannis tund aega temperatuuril 60-65°C 5 päeva või 70-80°C juures 3 päeva. Kuumutamise vaheaegadel hoitakse töödeldud materjali temperatuuril 25°C, et eosed idaneksid vegetatiivseteks vormideks, mis järgneval kuumutamisel hukkuvad. Tindaliseerimist kasutatakse valku sisaldava toitekeskkonna viljatustamiseks.

Mehaaniline steriliseerimine bakteriaalsete ultrafiltrite abil. Bakterifiltreid kasutatakse vedeliku vabastamiseks selles sisalduvatest bakteritest, samuti bakterite eraldamiseks viirustest, faagidest ja eksotoksiinidest. Bakterifiltrid ei hoia viiruseid kinni ja seetõttu ei saa ultrafiltreerimist käsitleda steriliseerimisena aktsepteeritud väärtus see sõna. Ultrafiltrite valmistamiseks kasutatakse peeneks poorseid materjale (kaoliin, asbest, nitrotselluloos jne), mis võivad baktereid kinni püüda.

Asbestifiltrid (Seitz-filtrid) on asbestplaadid paksusega 3-5 mm ning läbimõõduga 35 ja 140 mm väikeste ja suurte vedelikukoguste filtreerimiseks. Meie riigis valmistatakse asbestifiltreid kahte kaubamärki: "F" (filtreerimine), mis hoiab hõljuvaid osakesi, kuid laseb bakteritel läbi minna, ja "SF" (steriliseerivad), tihedamad, kinni hoidvad bakterid. Enne kasutamist paigaldatakse asbestifiltrid filtriseadmetesse ja koos nendega steriliseeritakse autoklaavis. Asbestifiltreid kasutatakse üks kord. Membraan-ultrafiltrid on valmistatud nitrotselluloosist ja on kettad valge läbimõõduga 35 mm ja paksusega 0,1 mm.

Bakterifiltrid erinevad pooride suuruse poolest ja on tähistatud seerianumbritega (tabel 3).

Tabel 3.

Bakteriaalsed filtrid

Vahetult enne kasutamist steriliseeritakse membraanfiltrid keetmise teel. Filtrid asetatakse destilleeritud vette, kuumutatakse temperatuurini 50-60°C, et vältida nende keerdumist, ja keedetakse madalal kuumusel 30 minutit, vahetades vett 2-3 korda. Kahjustuste vältimiseks eemaldatakse steriliseeritud filtrid sterilisaatorist sileda otsaga pintsettide abil, flambeeritakse ja jahutatakse.

Vedelike filtreerimiseks paigaldatakse bakterifiltrid spetsiaalsetesse filtriseadmetesse, eriti Seitzi filtrisse.

See koosneb 2 osast: ülemisest, silindri või lehtri kujulisest osast ja aparaadi alumisest tugiosast, millel on metallvõrgust või puhtast keraamilisest plaadist nn filtrilaud, millel membraan või asbest filter asetatakse. Seadme tugiosa on lehtri kujuga, mille kitsenev osa asub Bunseni kolvi kaela kummikorgis. Töökorras seadme ülemine osa on kinnitatud kruvidega alumise osa külge. Enne filtreerimise algust täidetakse paigaldise erinevate osade ühenduskohad tiheduse tekitamiseks parafiiniga. Kolvi väljalasketoru ühendatakse paksuseinalise kummitoruga veejoa-, õli- või jalgrattapumbaga. Pärast seda valatakse filtreeritud vedelik seadme silindrisse või lehtrisse ja pump lülitatakse sisse, tekitades vastuvõtuanumas vaakumi. Tekkiva rõhuerinevuse tulemusena liigub filtreeritud vedelik läbi filtri pooride vastuvõtjasse. Mikroorganismid jäävad filtri pinnale.

Määride valmistamine

Mikroorganismide uurimiseks peitsitud kujul tehakse slaidile määrdumine, kuivatatakse, fikseeritakse ja seejärel värvitakse.

Katsematerjal jaotatakse õhukese kihina hästi rasvatustatud slaidi pinnale.

Äärised valmistatakse mikroobikultuuridest, patoloogilisest materjalist (röga, mäda, uriin, veri jne) ja surnukehade elunditest.

Sägade valmistamise tehnika määrab uuritava materjali olemus.

Määride valmistamine mikroobikultuuridest vedela toitekeskkonnaga ja vedelast patoloogilisest materjalist (uriin, tserebrospinaalvedelik jne). Väike tilk testitavat vedelikku kantakse bakterisilmusega alusklaasile ja ringjate liigutustega jaotatakse silmused ühtlase kihina penimündi läbimõõduga ringi kujul.

Vereproovide valmistamine. Slaidile kantakse tilk verd, selle ühele otsale lähemale. Teine – lihvitud – klaas, mis peaks olema objektiklaasist kitsam, asetatakse esimesele 45° nurga all ja viiakse veretilgani, kuni see sellega kokku puutub. Pärast seda, kui veri on mööda poleeritud serva levinud, tehakse klaasiga libisemine paremalt vasakule, jaotades vere õhukese kihina ühtlaselt üle kogu klaasi pinna. Löögi paksus sõltub klaasidevahelisest nurgast: mida teravam on nurk, seda peenem on löök. Korralikult ettevalmistatud määrdumine on heleroosa värvusega ja kogu ulatuses sama paksusega.

Paksu tilga ettevalmistamine. Slaidi keskele kantakse Pasteuri pipeti abil tilk verd või kantakse klaas otse väljaulatuvale veretilgale. Klaasile kantud veri määritakse bakterisilmusega nii, et saadud määrdumise läbimõõt vastaks sendimündi suurusele. Klaas jäetakse horisontaalasendisse, kuni veri kuivab. “Paksas tilgas” olev veri jaotub ebaühtlaselt, moodustades ebaühtlase serva.

Viskoossest materjalist (röga, mäda) määrdumise valmistamine. Kitsale servale lähemale liugule kantud röga või mäda kaetakse teise slaidiga. Klaasid on kergelt üksteise vastu surutud.

Pärast seda haaratakse mõlema käe sõrmedega 1 ja 2 klaasi vabadest otstest kinni ja liigutatakse vastassuundades, et liigutades sobituksid mõlemad klaasid tihedalt teineteise külge. Tulemuseks on ühtlaselt jaotunud materjaliga määrded, mis hõivavad suure ala.

Tahkest toitainesöötmest pärit kultuuridest määrde valmistamine. Puhta, hästi määritud klaasklaasi keskele asetatakse tilk vett ja sinna torgatakse bakterisilmus väikese koguse uuritava mikroobikultuuriga, nii et vedelikutilk muutub kergelt häguseks. Pärast seda põletatakse silmusel olev liigne mikroobne materjal leegis ja äigepreparaadi valmistatakse vastavalt ülalkirjeldatud meetodile.

Määrdude valmistamine elunditest ja kudedest. Desinfitseerimise eesmärgil kauteristatakse pintsettide kuumutatud lõugadega elundi pind, tehakse sellesse kohta sisselõige ja lõigatakse teravate kääridega sügavusest välja väike koetükk, mis asetatakse kahe klaasklaasi vahele. . Järgmisena toimige samamoodi nagu mäda ja röga määrdumise valmistamisel. Kui elundi kude on tihe, tehakse sisselõike sügavusest skalpelliga kraapimine. Kraapimisel saadud materjal jaotatakse skalpelli või bakterisilmuse abil õhukese kihina üle klaasi pinna.

Koeelementide ja selles leiduvate mikroorganismide suhtelise asukoha uurimiseks tehakse sõrmejälgede määrded. Selleks haaratakse pintsettidega kinni elundi keskelt välja lõigatud väike koetükk ja kantakse lõikepinnaga mitu korda järjestikku klaasklaasile, saades niimoodi määrde-jälgede jada.

Kuivatamine ja määrde kinnitamine. Objektiklaasil valmistatud määre kuivatatakse õhu käes ja fikseeritakse pärast täielikku kuivamist. Fikseerimisel fikseeritakse määrdumine klaasklaasi pinnale ja seetõttu ei pesta preparaadi järgneval värvimisel mikroobirakke maha. Lisaks värvuvad tapetud mikroobirakud paremini kui elusad.

On olemas füüsilised fikseerimismeetodid, mis põhinevad löögil kõrge temperatuur mikroobirakkudele ja keemilised meetodid, mis hõlmavad valkude koagulatsiooni põhjustavate ainete kasutamist. Ärge registreerige I–II patogeensusrühmade patogeene sisaldavaid määrdeid leegi kohal.

Füüsiline fikseerimise meetod. Preparaadiga slaid võetakse pintsettide või I ja II sõrmedega parem käsi ribidest, liigutage ülespoole ja liigutage sujuva liigutusega 2-3 korda üle põleti leegi ülaosa. Kogu fikseerimisprotsess ei tohiks kesta kauem kui 2 sekundit. Fikseerimise usaldusväärsust kontrollitakse järgmise lihtsa tehnikaga: klaasklaasi määrdumisvaba pind kantakse vasaku käe tagapinnale. Kui määrdumine on õigesti fikseeritud, peaks klaas olema kuum, kuid mitte tekitama põletustunnet.

Keemilise fikseerimise meetod. Neid kasutatakse ka määrdumise parandamiseks. keemilised ained ja tabelis 4 näidatud ühendid.

Tabel 4.

Ained keemiliseks fikseerimiseks

Kuivatatud määrdiga alusklaas kastetakse fikseeriva ainega pudelisse ja kuivatatakse seejärel õhu käes.

Värvimislöögid

Maalivärvi tehnika. Plekkide värvimiseks kasutatakse värvilahuseid või värvipaberit, nagu soovitas A.I. Sinev. Ettevalmistamise lihtsus, kasutusmugavus ja võimalus säilitada tindipaberit määramatult kaua, olid nende laialdase kasutuse aluseks. erinevatel viisidel värvimine.

Värvimistõmme tindipaberiga. Kuivatatud ja fikseeritud preparaadile kantakse paar tilka vett ning asetatakse värvilised paberitükid mõõtmetega 2´2 cm. Kogu peitsimise ajal peab paber jääma niiskeks ja sobituma tihedalt klaasi pinnale. Kuivatamisel niisutatakse paberit täiendavalt veega. Määrdumise värvimise kestus määratakse värvimismeetodiga. Värvimise lõppedes eemaldage paber ettevaatlikult pintsettidega ja peske määrdumine. kraanivesi ja kuivatatakse õhu käes või filterpaberiga.

Määrde värvimine värvainete lahustega. Kuivatatud ja fikseeritud preparaadile kantakse värvaine pipetiga sellises koguses, et see kataks kogu määrdumise. Määrde värvimisel kontsentreeritud värvainete lahustega (Ziehl carbol fuchsin, karboolne emajuur või kristallviolet) toimub värvimine läbi värvaineosakesi kinni hoidva filterpaberi: fikseeritud määrdile asetatakse filterpaberi riba ja sellele valatakse värvilahus. .

Mikroskoopiliseks uurimiseks värvitakse ettevalmistatud kuivatatud ja fikseeritud äigepreparaadid. Värvimine võib olla lihtne või keeruline. Lihtne värvimine hõlmab ühe värvi kandmist määrdumisele teatud aja jooksul. Kõige sagedamini kasutatakse lihtsaks värvimiseks alkoholi-vett (1:10) Pfeiffer fuchsiini, Leffleri metüleensinist ja safraniini. Eosiini, nagu happelist värvi, kasutatakse ainult rakkude tsütoplasma värvimiseks ja tausta toonimiseks. Happefuksiin on bakterite värvimiseks täiesti sobimatu.

Mikrobioloogilise töö spetsiifika eeldab, et laborile eraldatud ruum oleks isoleeritud eluruumidest, toiduüksustest ja muudest põhitegevusega mitteseotud tootmispindadest.

Bakterioloogialabori koosseisu kuuluvad: bakterioloogiliste uuringute laboriruumid ja abiruumid; autoklaav või steriliseerimine jäätmematerjali ja saastunud riistade desinfitseerimiseks; nõude pesemiseks varustatud pesuruum; bakterioloogiline köök – toitekeskkonna ettevalmistamiseks, villimiseks, steriliseerimiseks ja säilitamiseks; vivaarium katseloomade pidamiseks; materjal varureaktiivide, nõude, seadmete ja kodumasinate hoidmiseks.

Loetletud olmeruumid on iseseisvate struktuuriüksustena osa suurtest bakterioloogilistest laboritest. Väikestes laborites on bakterioloogiline köök ja steriliseerimisköök ühendatud ühte ruumi; Katseloomade pidamiseks pole spetsiaalset ruumi.

Mikrobioloogiliste laborite ruumid jagunevad vastavalt personali ohuastmele 2 tsooni:

I. Nakkuslik tsoon - ruum või laboriruumide rühm, kus manipuleeritakse patogeensete bioloogiliste mõjuritega ja kus töötajad on riietatud vastavasse kaitseriietesse.

II. "Puhas" tsoon - ruumid, kus ei töötata bioloogilise materjaliga, personal on riietatud isiklikesse riietesse.

Kõige valgusküllasemad ja avaramad ruumid on eraldatud laboriruumidele, kus tehakse kõik bakterioloogilised uuringud. Nendes ruumides on seinad kuni 170 cm kõrguseni põrandast värvitud heledates toonides õlivärviga või kaetud plaatidega. Põrand on kaetud reliini või linoleumiga. Seda tüüpi viimistlus võimaldab ruumi puhastamisel kasutada desinfitseerivaid lahuseid.

Igas toas peaks olema kraanikauss voolava veega ja riiul desinfitseerimislahuse pudeli jaoks.

Üks tubadest on varustatud klaaskastiga - isoleeritud ruum eeskojaga (eelboks) tööde teostamiseks aseptilistes tingimustes. Kasti asetatakse külvilaud ja taburet ning töökoha kohale on paigaldatud bakteritsiidsed lambid. Eeskambrisse on paigutatud kapp steriilse materjali hoidmiseks. Nakkustsoonis olevate ruumide aknad ja uksed peavad olema pitseeritud. "Nakkusohtlikust" tsoonist tulev väljatõmbeventilatsioon peab olema isoleeritud teistest ventilatsioonisüsteemidest ja varustatud peente õhufiltritega.

Laboriruum on varustatud laboritüüpi laudade, kappide ja riiulitega tööks vajalike seadmete, riistade, värvide ja reaktiivide hoidmiseks.

Bakterioloogi ja laborandi töökoha õige korraldus on tööks väga oluline. Laborilauad on paigaldatud akende lähedusse. Nende paigutamisel tuleks jälgida, et valgus langeks töötava inimese ette või küljelt, eelistatavalt vasakule küljele, kuid mitte mingil juhul tagant. Analüüsiruumides, eriti mikroskoopias, on soovitatav, et aknad oleksid põhja- või loodesuunalised, kuna töö nõuab ühtlast hajutatud valgust. Töölaudade pinna valgustus peaks olema 500 luksi. Desinfitseerimise hõlbustamiseks on laborilaudade pind kaetud plastikuga või polsterdatud rauaga. Igale laboritöötajale on määratud eraldi töökoht mõõtmetega 150 x 60 cm.

Kõik töökohad on varustatud igapäevaseks bakterioloogiliseks tööks vajalike esemetega, mille loetelu on toodud tabelis 1.

Tabel 1.

Bakterioloogiliseks tööks vajalikud esemed

Asja nimi	Ligikaudne kogus
1. Värvide ja reaktiivide komplekt värvimiseks
2. Slaidid	25-50
3. Katteklaasid	25-50
4. Aukudega prillid	5-10
5. Katseklaasi raam
6. Bakteri silmus
7. Klaasist spaatlid
8. Metallist spaatlid
9. Purk vatti
10. Pipetid gradueeritud 1, 2, 5, 10 ml-ni	25 igast köitest
11. Pasteur pipetid	25-50
12. Pintsetid, käärid, skalpell	1 poolt
13. Konteinerid desinfitseerivate lahustega
14. Mikroskoop illuminaatoriga
15. Suurendusklaas 5´
16. Sukeldusõliga õlitaja
17. Filterpaber	3-5 lehte
18. Purk pipettide desinfitseerimislahusega
19. Alkoholi- või gaasipõleti
20. Värvimispreparaatide paigaldus
21. Liivakell 1 või 2 minutit	1 poolt
22. Kummist toruga pirn
23. Pliiats klaasil
24. Purk alkoholivati
25. Vajalikud steriilsed nõud	-

Kliinilise mikrobioloogia seadmed

Kaasaegsed seadmed mikrobioloogilise protsessi kõigi etappide automatiseerimiseks mikrobioloogia laboris võimaldavad kiiresti tuvastada mikroorganisme ja määrata nende tundlikkust antimikroobsete ainete suhtes, et määrata varakult adekvaatne ravi.

Mikrobioloogia labori automatiseerimine pakub:

• Tulemuste saavutamiseks kuluva aja vähendamine 24-72 tunnini
• Vigade vähendamine
• Tõhusalt vähendada tööjõukulusid
• Tootlikkuse tõus
• Patsiendi ravi efektiivsuse suurendamine
• Keeldumine keskmine kestus voodipäev
• Võimalus analüüsida olukorda reaalajas
• Lugemistulemuse standardimine juures
• Andmebaasi loomine

Täisautomaatne bakterioloogiline laborBioMerieux

Mikrobioloogilised seadmed Biovitrum

Ettevõte Biovitrum on Venemaal üks juhtivaid mikrobioloogiliste seadmete tootmise ja tarnimise alal. Toodame ja müüme kõige uuenduslikumaid tehnoloogiaid kasutades välja töötatud mikrobioloogiliste uuringute seadmeid.

Mikrobioloogilise labori varustus peab täielikult vastama kaasaegsed standardid kvaliteeti, valmistatavust ja ohutust ning aidata uurijal lahendada määratud probleeme võimalikult tõhusalt. Lisaks spetsiaalsetele instrumentidele ja seadmetele peavad mikrobioloogia laboris olema ka üldine laborivarustus , mis võimaldab parandada laborandi kvaliteeti ja tootlikkust.

Mikrobioloogialabori tööks vajalik kaasaegne üldlaboratooriumi varustus

Mikrobioloogi töö toimub range steriilsuse tingimustes, mis väldib mikroobset saastumist ja diagnostilisi vigu. Aitab säilitada steriilsed tingimused ning kaitsta laboritöötajaid ja uuritavas kultuuris olevaid esemeid mikroobse saastumise eest. Seda sorti on mikrobioloogilise labori varustamise lahutamatu osa, pakkudes ülipuhtaid töötingimusi. Mikrobioloogia laboris on üks kohustuslikest instrumentidest , kasutatakse lahuste ja vedelate segude eraldamiseks erineva tihedusega fraktsioonideks. Üldotstarbelised laboriseadmed hõlmavad ka reaktiivide hoidmist ja töötemperatuuride hoidmist. Kasutamine madala temperatuuriga külmikud võimaldab külmutada ja ohutult säilitada bioloogilisi proove temperatuuril kuni -150°.

Analüütilised ja abistavad üldlaboriseadmed

Laienda funktsionaalsust mikrobioloogiline labor võimaldab kasutada analüütilist üldine laborivarustus . Uuritavate proovide koostist on võimalik kvalitatiivselt ja kvantitatiivselt iseloomustada, suurendades tootlikkust ja kasutusmugavust rutiinse uurimistöö käigus.